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动物实验:大小鼠的实验操作技术

发布时间:2021-09-30 02:16:01 阅读:111052次 来源:本站

  动物实验是医学研究中必须采用的研究手段,为医学的发展起着重大的作用,大小鼠是实验研究中最常用的动物之一,但如果实验者捉取方法和手段不当就会造成受伤,引起不必要的伤害。接下来Bybiotech给大家讲讲大小鼠的实验操作技术

  1.大鼠的保定

  1)徒手保定

  右手抓住大鼠尾根部将其轻轻提起,置于笼罩或实验台面上,以左手掌心轻轻扣住大鼠背部,左手拇指与其余四指相对,由耳后抓住大鼠颈背部皮肤,反转手腕使大鼠腹面向上。对较小个体的大鼠也可将拇指和食指插入大鼠腋下环绕,使大鼠头部和肩部置于手掌虎口中,其余三指和掌心握住大鼠身体,反转手腕使大鼠腹面向上。

  2)器械固定

  根据实验需要可选用器械固定,可用烧杯罩住大鼠身体,将尾部露出,进行尾部操作,或使用大鼠固定器固定。大鼠固定器通常为圆筒形结构,大鼠可自动钻入放在面前的筒状固定器中,通过调节固定器的长短来限制钻进筒中大鼠的活动,主要用于尾部操作。

  3)解剖板固定

  麻醉后的大鼠可固定于专用解剖板上,按实验所需体位,用纱布条或细棉绳绑定四肢,另外一头可以固定于板周边缘上,必要时可令大鼠腹面向上,用皮筋扣住门齿,以固定头部。

  4)注意事项

  大鼠切齿较长,抓取不当、刺痛或激怒状况下可能咬伤实验者,应注意个人防护。抓住尾部提取大鼠时,如果抓住靠尾端部,若大鼠挣扎激烈可导致鼠尾皮肤撕脱。徒手抓取大鼠时,如果握力太大可使大鼠窒息死亡,应在操作时不断有意识地调整和放松力量。

  2.供试品给予方法

  1)经口途径

  (1)口服法:把药物放入饲料或溶于饮水中让大鼠自动摄取。此法优点在于简单方便,缺点是不能保证剂量准确。适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验,以及复制某些与食物有关的人类疾病动物模型。

  (2)灌胃法:在急性实验中,宜采用灌胃法。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成,大鼠的灌胃针长6~8cm,直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小金属圆球,金属球是中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端可弯曲成20°左右的角度,以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。用左手固定大鼠,右手持灌胃器,将灌胃针从大鼠的口腔插入,压迫其头部,使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道,可感到轻微的阻力,此时可略微变换灌胃针方向,以刺激引起吞咽动作,顺势推进直至所需深度,推出少许药液并观察动物反应,如动物表现安静、呼吸正常,可缓慢推入余下药液,然后轻轻退出针头。一般灌胃针插入大鼠食道为4~6cm。大鼠灌胃量一般是1ml/100g,常用灌胃量一般每次可为1~4ml。

  2)经皮肤途径

  大鼠是常用的经皮给药模型,尤其是用于经皮毒性试验。首先对大鼠背部一定面积的皮肤脱毛,以前用脱毛剂,现在常用不损伤皮肤的直流电电动剃刀。大鼠脱毛后用专用的固定架固定,将药液涂在皮肤上,用透气材料覆盖并以无刺激胶布固定一定时间(如4h),将大鼠从固定架取出,去除胶布和覆盖物,用温水清洗,吸干身上的水珠。使用挥发性的药液必须在通风橱内进行。

  3)注射途径

  皮下注射:一般选取背部皮下及后肢皮下。注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入,把针尖轻轻向左右摆动,容易摆动则表明已刺入皮下,然后注射药物。给药容量为0.1~0.3ml/10g体重。

  (1)皮内注射:参见小鼠的方法(第十章)执行。

  (2)肌内注射:肌内注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位。注射时针头要垂直快速刺入肌肉,如无回血现象即可注射。注射部位宜选大腿外侧肌群。

  (3)静脉注射:大鼠的静脉注射常采用尾静脉注射。参见小鼠的方法(第十章)。一次的注射量为0.1~0.2ml/10g体重。

  (4)腹腔注射:参见小鼠的方法(第十章)执行。

  4)其他途径给药方法

  (1)呼吸道给药:呈粉尘、气体及蒸汽或雾等状态的药物或毒气,可通过动物呼吸道给药。如实验时给动物做乙醚吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等,特别在毒理学实验中应用较广泛。

  (2)脑内给药:常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后观察接种后的各种变化。用手掌压住大鼠身体,并固定头部,在前额正中的眼耳连线中点,垂直进针,刺入2~3mm,一次注射的参考量为0.03~0.05ml。

  (3)直肠内给药:使用顶端光滑膨大的针头(或灌胃针),用手指按摩法排出大鼠直肠内的粪便,徒手固定大鼠,使大鼠保持头低尾高,妥善固定其尾部后,将针头慢慢插入大鼠肛门,并顺直肠方向推进,达到所需深度后推进药液,同时使针头缓慢退出至药液完全注入。

  3.样品收集

  1)血液采集

  (1)尾静脉采血:需血量较少时,如作红、白细胞计数,血红蛋白测定,制作血涂片等可用此法。动物麻醉后,用75%乙醇消毒尾部皮肤,用刀割破尾动脉或尾静脉,让血液自行流出。采血结束后,消毒、止血。多次反复采血应从尾尖部开始。

  (2)眼眶后静脉丛采血:采用一根特制的长7~10cm的硬质玻璃取血管,其一端内径为1~1.5mm,另一端逐渐扩大,细端长约1cm即可。将取血管浸入1%肝素溶液,干燥后使用。采血时,左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定,并轻轻压迫颈部两侧,阻碍静脉回流,使眼球充分外突,眼眶后静脉丛充血。右手持取血管,将其尖端插入内眼角与眼球之间,轻轻向眼底方向刺入,刺入4~5mm深,当感到有阻力时即停止刺入,旋转取血管以切开静脉丛,血液即流入取血管中。采血结束后,拔出取血管,放松左手,无菌纱布按压止血。用本方法大鼠一次可采血0.5~1.0ml。

  (3)股静脉或股动脉采血:大鼠多采用股静脉或股动脉采血,方法是:大鼠经麻醉后,剪开腹股沟处皮肤,即可看到股静脉,把此静脉剪断或用注射器采血即可,股动脉较深需先剥离,再采血。

  (4)腹主动脉采血:大鼠麻醉后,仰卧于实验台上,剖开腹腔,移开腹部脏器,暴露位于后腹壁的腹主动脉,以注射器向心方向刺入抽取血液。此法常用于实验结束时,采血量较大。

  2)尿液及粪便采集

  (1)代谢笼法:将大鼠放在特制的代谢笼内,动物排便时,可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开,达到采集的目的。由于大鼠尿量较少,操作中的损失和蒸发,大鼠膀胱排空不一致等,都可造成误差,因此一般需收集5h以上的尿液,最后取平均值。如需要测定尿中活性成分,尿液收集瓶应置于冰袋中,或采用可以制冷的代谢笼。

  (2)反射排尿法:大鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显。故若需采取少量尿液时,可提起大鼠,将排出的尿液接到带刻度的容器内。用手指轻轻按摩大鼠直肠两侧,也可刺激大鼠反射性排出粪便。

  3)精液采集

  (1)电刺激采精法:主要器材为大鼠固定板、电极、电源。将雄性大鼠呈站位或卧位保定,剪去包皮周围的被毛,并用生理盐水冲洗、拭干,将电极插入直肠直至到靠近输精管壶腹部的直肠底壁(深度2~3cm)。选择电极电源的频率、电压和电流至大鼠勃起射精,收集精液(电刺激参数:频率20~30Hz,电压3~12V,电流4~12mA,1~3s/次,间隔时间2~5s)。

  (2)附睾内采精法:参见小鼠的方法(第十章)执行。

  (3)阴道栓涂片法:参见小鼠的方法(第十章)执行。

  4.麻醉与镇痛

  1)吸入麻醉法

  麻醉药以蒸汽或气体状态经呼吸道吸入而产生麻醉,常用乙醚作为麻醉药。使用乙醚麻醉大鼠时,可将动物放入有机玻璃麻醉箱内,把装有浸润乙醚棉球的小烧杯放入麻醉箱,然后观察动物。开始动物自主活动,不久动物出现异常兴奋,不停地挣扎,随后排出大、小便,渐渐由兴奋转为抑制,倒下不动,呼吸变慢。如动物四肢紧张度明显减低、角膜反射迟钝、皮肤痛觉消失,则表示动物已进入麻醉,可行手术和其他操作。乙醚易燃,应避免引火,并应在通风橱中进行麻醉。

  2)注射麻醉法

  常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。大鼠常采用腹腔注射法进行全身麻醉。封闭群大鼠对麻醉药的反应个体差异较大,在注射麻醉药物时,先用麻醉药总量的2/3,密切观察动物生命体征的变化,如已达到所需麻醉的程度,余下的麻醉药则不用,避免麻醉过深抑制延脑呼吸中枢,导致动物死亡。

  大鼠腹腔注射全身麻醉常用药物及用量如下。戊巴比妥钠:3%~5%生理盐水溶液,腹腔注射40~50mg/kg体重。硫喷妥钠:1%~3%水溶液,腹腔注射40mg/kg体重。氨基甲酸乙酯(乌拉坦):20%~25%水溶液,腹腔注射1000~2000mg/kg体重。氯胺酮:腹腔注射75~90mg/kg体重。

  3)局部麻醉

  用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或神经干、神经节、神经丛的冲动传导,起到局部性麻醉与镇痛作用。局部麻醉操作方法很多,可分为表面麻醉、局部浸润麻醉、区域阻滞麻醉及神经干(丛)阻滞麻醉。

  (1)表面麻醉:利用局部麻醉药的组织穿透作用,透过黏膜,阻滞表面的神经末梢。在口腔及鼻腔黏膜、眼结膜、尿道等部位手术时,可把麻醉药涂敷、滴入、喷于表面上,或尿道灌注给药。药物宜选用0.5%~1%利多卡因。

  (2)区域阻滞麻醉:在手术区四周和底部多点注射麻醉药阻断疼痛的向心传导。常用药为0.5%~1%普鲁卡因。

  (3)神经干(丛)阻滞麻醉:在神经干(丛)的周围注射麻醉药,阻滞其传导,使其所支配的区域无疼痛。常用药为0.5%~1%利多卡因。

  (4)局部浸润麻醉:沿手术切口逐层注射麻醉药,靠药液的张力弥散浸入组织,麻醉感觉神经末梢。常用药为0.25%~0.5%利多卡因、0.5%~1%普鲁卡因。

  5.安死术

  1)颈椎脱臼法

  将大鼠置于粗糙平面上,左手拇指与食指用力向下按住鼠头的同时,右手抓住鼠尾用力向后拉,将脊髓与脑髓拉断,大鼠立即死亡。此法适用于体重200g以下的大鼠。

  2)急性失血法

  大鼠麻醉后,可采用股动脉放血方法使大鼠急性失血死亡。

  3)过量麻醉法

  注射过量麻醉药物,以常用麻醉剂量的10~20倍注射造成动物死亡。也可以吸入过量的乙醚、异氟烷、异氟醚、甲氧氟烷等麻醉药使动物致死。

  4)CO2致死法

  将大鼠放入专用的容器或塑料袋内,打开CO2储气罐,通过气体输送管,将CO2输入容器内,大鼠吸入CO2后逐渐昏睡,直至死亡。CO2价廉、不易燃、不易爆、不对环境产生污染,当装置选用合理时,对操作人员也没有任何危害。现在有商品化的CO2动物处死设备。

  内容源自:百度学术

本文链接:https://www.zjby-biotech.com/news/hydt/358.html

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